Инновационные репродуктивные технологии в области сохранения in vitro и использования гамет самок сельскохозяйственных птиц (обзор)

Стремительное сокращение биоразнообразия сельскохозяйственных птиц и их диких сородичей требует разработки эффективных методов его сохранения in vitro. Создание криобанков долговременного хранения репродуктивных клеток птиц является актуальным стратегическим решением данной проблемы. Однако на сегодняшний день разработаны эффективные протоколы криогенного сохранения только сперматозоидов птиц. Замораживание яйцеклеток птиц остается невозможным, что ведет к утрате генетической информации ядерной и митохондриальной ДНК матерей. Использование достижений в области получения и культивирования первичных плюрипотентных клеток (PGCs) и эмбриональных гонадных половых клеток (GGCs) является жизнеспособной альтернативой в решении проблемы сохранения генофонда птиц. Преимущество протоколов с использованием GGCs состоит в раннем определении пола донора и направленном сохранении in vitro женского репродуктивного материала. Кроме того, существует возможность низкотемпературного интраовариального сохранения женских гамет птиц. Активно развивается направление по использованию замороженных и оттаянных тканей яичников как эмбрионального, так и постнатального происхождения в качестве будущих трансплантатов. Успех использования донорского репродуктивного материала в значительной степени зависит от подготовки (стерилизации) реципиентов. В ведущих мировых лабораториях достигнуты впечатляющие результаты по получению потомства сельскохозяйственных птиц обоих полов при использовании донорского репродуктивного материала. В представленном обзоре освещается достигнутый прогресс в развитии комплекса технологий в области сохранения и использования репродуктивного материала птиц in vitro: эмбриональных клеток, донорских тканей яичников, трансплантации тканей реципиентам. Развитие биотехнологий для манипуляций с донорским материалом самок птиц будет способствовать достижению целей мирового научного сообщества по предотвращению утраты биологического разнообразия сельскохозяйственных птиц и в дальнейшем найдет применение при восстановлении пород и видов птиц, находящихся на сегодняшний день в состоянии риска исчезновения. Дополнительным аргументом значимости развития данных технологий является значительное экономическое преимущество при реконструкции исчезающих пород, по сравнению с использованием только криоконсервированного семени при проведении многократного возвратного скрещивания с близкой по фенотипу породой.

1. Selection and Conservation of Gametes and Embryos for Improving Assisted Reproductive Technologies / A. Gambini, I. Ortiz, M. Hidalgo [et al.] // Animals. – 2023. – Vol. 13. – P. 2761. – DOI:10.3390/ani13172761.

2. Effects of saccharides supplementation in the extender of cryopreservedrooster (Gallus domesticus) semen on the fertility of frozen/thawed spermatozoa / O. Stanishevskaya, Y. Silyukova, N. Pleshanov [et al.] // Animals. – 2021. – Vol. 11(1). – P. 1–9.

3. Role of mono-and disaccharide combination in cryoprotective medium for rooster semen to ensure cryoresistance of spermatozoa / O. Stanishevskaya, Y. Silyukova, N. Pleshanov [et al.] // Molecules. – 2021. – Vol. 26(19). – P. 5920. DOI: 10.3390/molecules26195920.

4. Silversides F.G., Purdy P.H., Blackburn H.D. Comparative costs of programmes to conserve chicken genetic variation based on maintaining living populations or storing cryopreserved material // British Poultry Science. – 2012. – Vol. 53(5). – P. 599–607. – DOI: 10.1080/00071668.2012.727383.

5. Johnson A.L. The avian ovary and follicle development: some comparative and practical insights // Turkish Journal of Veterinary & Animal Sciences. – 2014. – Vol. 38 (6). – P. 660–669. – DOI: 10.3906/vet-1405-6.

6. González-Morán M.G. Histological and Stereological Changes in Growing and Regressing Chicken Ovaries During Development // The Anatomical Record: Advances in Integrative Anatomy and Evolutionary Biology. – 2011. – Vol. 294(5). – P. 893–904. – DOI: 10.1002/ar.21364.

7. Перинек О.Ю., Волкова Н.А., Гагиева З.В. Гистологическое исследование яичников кур мясо-яичной породы // Птицеводство. – 2025. – № 1. – С. 49–55. – DOI: 10.33845/0033-3239-2025-74-1-49-55.

8. Gupta A., Kapoor K. Avian ovary: a unique dynamic reproductive organ // International Journal of Avian & Wildlife Biology. – 2024. – Vol. 8(2). – P. 77–78. – DOI: 10.15406/ijawb.2024.08.00217.

9. Ovarian dynamics and follicle development. In: Jamieson B.G.M., editor. / A.L. Johnson, D.C. Woods // Reproductive Biology and Phylogeny of Birds. Vol. 6A. Science Publishers; Enfield, NH, USA: 2007. – P. 243–277.

10. Histology of the Ovary of the Laying Hen (Gallus domesticus) / K.D. Apperson, K.E. Bird, G. Cherian [et al.] // Veterinary Science. – 2017. – Vol. 4(4). – P. 66. – DOI: 10.3390/vetsci4040066.

11. The Effects of Freezing Media on the Characteristics of Male and Female Chicken Primordial Germ Cell Lines / A. Ecker, B. Lázár, R.I. Tóth [et al.] // Life. – 2023. – Vol. 13. – P. 867. – DOI: 10.3390/life13040867.

12. Cellular analysis of cleavage-stage chick embryos reveals hidden conservation in vertebrate early development / H. Nagai, M. Sezaki, K. Kakiguchi [et al.] // Development. – 2015. – Vol. 42(7). – P. 1279–1286. – DOI: 10.1242/dev.118604.

13. Cryopreservation of specialized chicken lines using cultured primordial germ cells / S. Nandi, J. Whyte, L. Taylor [et al.] // Poultry Science. – 2016. – Vol. 95(8). – P. 1905–1911. – DOI: 10.3382/ps/pew133.

14. Germline Replacement by Transfer of Primordial Germ Cells into Partially Sterilized Embryos in the Chicken / Y. Nakamura, F. Usui, T. Ono [et al.] // Biology of Reproduction. – 2010. – Vol. 83(1). – P. 130–137. –DOI: 10.1095/biolreprod.110.083923.

15. Development of cryopreservation media for the slow-freezing of cultured primordial germ cells in chicken / N. Hamai, C. Koide, Y. Tansho [et al.] // Journal of Reproduction and Development. – 2023. – Vol. 69(2). – P. 109–117. – DOI: 10.1262/jrd.2022-123.

16. Cryopreservation of chicken primordial germ cells by vitrification and slow freezing: A comparative study / C. Tonus, D. Connan, O. Waroux [et al.] // Theriogenology. – 2017. – Vol. 88. – P. 197–206. – DOI: 10.1016/j.theriogenology.2016.09.022.

17. Silversides F.G., Robertson M.C., Liu J. Cryoconservation of avian gonads in Canada / // Poultry Science. – 2013. – Vol. 92(10). – P. 2613–2617. – DOI: 10.3382/ps.2013-03185.

18. Conservation of chicken male germline by orthotopic transplantation of primordial germ cells from genetically distant donors / J. Mucksová, M. Reinišová, J. Kalina [et al.] // Biology Reproduction. – 2019. – Vol. 101(1). – P. 200– 207. – DOI: 10.1093/biolre/ioz064.

19. Primordial germ cells isolated from individual embryos of red junglefowl and indigenous pheasants of Thailand / S. Chaipipat, S. Prukudom, K. Sritabtim [et al.] // Theriogenology. – 2021. – Vol. 165. – P. 59–68. – DOI: 10.1016/j.theriogenology.2021.02.010.

20. The dynamic development of germ cells during chicken embryogenesis / S.Y. Yang, H.J. Lee, H.C. Lee [et al.] // Poultry Science. – 2018. – Vol. 97. – P. 650–657. – DOI: 10.3382/ps/pex316.

21. Direct in vitro propagation of avian germ cells from an embryonic gonad biorepository / T. Hu, P.H. Purdy, M.H. Blank [et al.] // Poultry Science. – 2024. – Vol. 103(11). – P. 104260. – DOI: 10.1016/j.psj.2024.104260.

22. A low-tech, cost-effective and efficient method for safeguarding genetic diversity by direct cryopreservation of poultry embryonic reproductive cells / T. Hu, L. Taylor, A. Sherman [et al.] // eLife. – 2022. – Vol. 11. – P. e74036. – DOI: 10.7554/eLife.74036.

23. Song Y., Silversides F.G. The technique of orthotopic ovarian transplantation in the chicken // Poultry Science. – 2006. – Vol. 85(6). – P. 1104–1106. – DOI: 10.1093/ps/85.6.1104.

24. Song Y., Silversides F.G. Transplantation of ovaries in Japanese quail (Coturnix japonica) // Anim Reprod Sci. – 2008. – Vol. 105(3–4). – P. 430–437. – DOI: 10.1016/j.anireprosci.2007.12.024.

25. Song Y., Silversides F.G. Long-term production of donor-derived offspring from chicken ovarian transplants // Poultry Science. – 2008. – Vol. 87(9). – P. 1818–1822. – DOI: 10.3382/ps.2008-00103.

26. Preliminary results of the application of gonadal tissue transfer in various chicken breeds in the poultry gene conservation / K. Liptoi, G. Horvath, J. Gal [et al.] // Anim Reprod Sci. – 2013. – Vol. 141(1–2). – P. 86–89. – DOI: 10.1016/j.anireprosci.2013.06.016.

27. In ovo culturing of turkey (Meleagris gallopavo) ovarian tissue to assess graft viability and maturation of prefollicular germ cells and follicles / G.B. Hall, J.A. Long, B.J. Wood [et al.] // Poultry Science. – 2020. – Vol. 99(12). – P. 7109– 7121. – DOI: 10.1016/j.psj.2020.09.014.

28. Cyclosporin a prevents ovarian graft rejection, and permits normal germ cell maturation within the first 5 weeks posttransplantation, in the domestic turkey (Meleagris gallopavo) / G.B. Hall, J. Beeler-Marfisi, J.A. Long [et al.] // Frontiers in Veterinary Science. – 2022. – Vol. 9. – P. 855164. – DOI: 10.3389/fvets.2022.855164.

29. Turkey ovarian tissue transplantation: effects of surgical technique on graft attachment and immunological status of the grafts, 6 days post-surgery / G.B. Hall, J.A. Long, L. Susta [et al.] // Poultry Science. – 2022. – Vol. 101(3). – P. 101648. – DOI: 10.1016/j.psj.2021.101648.

30. Major histocompatibility complex-b haplotype and ovarian graft response / C.C. Quach, J.E. Fulton, J.D. Benson [et al.] // Poultry Science. – 2023. – Vol. 102(9). – P. 102850. – DOI: 10.1016/j.psj.2023.102850.

31. Increased proportion of donor primordial germ cells in chimeric gonads by sterilisation of recipient embryos using busulfan sustained-release emulsion in chickens / Y. Nakamura, Y. Yamamoto, F. Usu [et al.] // Reproduction, Fertility and Development. – 2008. – Vol. 20(8). – P. 900–907. – DOI: 10.1071/rd08138.

32. Compensatory proliferation of endogenous chicken primordial germ cells after elimination by busulfan treatment / H. Lee, S. Kim, T. Park [et al.] // Stem Cell Research and Therapy. – 2013. – Vol. 4(6). – P. 136. – DOI: 10.1186/scrt347.

33. Liu J., Cheng K.M., Silversides F.G. Novel needle-in-straw vitrification can effectively preserve the follicle morphology, viability, and vascularization of ovarian tissue in Japanese quail (Coturnix japonica) // Animal Reproduction Science. – 2012. – Vol. 134(3–4). – P. 197–202.

34. Liu J., Cheng K.M., Silversides F.G. A simple vitrification method for cryobanking avian testicular tissue // Poultry Science. – 2012. – Vol. 91(12). – P. 3209–3213. – DOI: 10.3382/ps.2012-02454.

35. FAO, 2012. FAOSTAT. Food and Agriculture Organization of the United Nations [Электронный ресурс]. URL: https://www.fao.org/4/i3028e/i3028e.pdf (дата обращения: 10.04.2025).

36. Ethylene glycol and dimethyl sulfoxide combination reduces cryoinjuries and apoptotic gene expression in vitrified laying hen ovary / R. Nateghi, A. Alizadeh, Y. Jafari Ahangari [et al.] // Biopreservetion and Biobanking. – 2017. – Vol. 15(6). – P. 519–528. – DOI: 10.1089/bio.2017.0078.

37. Improvement of the application of gonadal tissue allotransplantation in the in vitro conservation of chicken genetic lines / K. Liptoi, K. Buda, E. Rohn [et al.] // Anim Reprod Sci. – 2020. – Vol. 213. – P. 106280. – DOI: 10.1016/j.anireprosci.2020.106280.

38. Cryopreservation Competence of Chicken Oocytes as a Model of Endangered Wild Birds: Effects of Storage Time and Temperature on the Ovarian Follicle Survival / M. Fujihara, J.-I. Shiraishi, M. Onuma [et al.] // Animals. – 2022. – Vol. 12. – P. 1434. – DOI: 10.3390/ani12111434.

39. Orthotopic Transplantation of Native and Cryopreserved Ovarian Tissue in Day-Old Geese / K. Buda, B. Vegi, I. Lehoczky [et al.] // Veterinary Science. – 2025. – Vol. 12. – P. 169. – DOI: 10.3390/vetsci12020169.