Влияние пробиотического препарата «Экофлор» на активность гликозидаз в кишечнике стерляди

Для поддержания стабильной работы пищеварительного тракта и поддержания микрофлоры в аквакультуре используют пробиотики. Эти препараты содержат комплекс живых бактерий, как правило, лакто- и бифидобактерий. Они регулируют микробиоценоз пищеварительного тракта и вносят существенный вклад в усвоение питательных веществ. Проведено исследование влияния различных дозировок препарата «Экофлор» на активность гликозидаз (амилазы и мальтазы) слизистой оболочки кишечника и химуса стерляди. Этот пробиотик представляет собой консорциум штаммов лакто- и бифидобактерий: В. bifidum, B. longum и L. acidophilus, L. casei, L. plantarum, иммобилизованных на углерод-минеральном сорбенте СУМС-1. Эксперимент проводили на экспериментальной базе Института биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина. Рыб разделили на четыре группы: контрольную и три опытных, которым добавляли в корм пробиотик в количестве 2, 4, 6 г/кг. Пробы отбирали у пяти особей из каждой группы перед началом и на 7, 14 и 21-е сутки эксперимента. Для получения ферментативно активных препаратов кишечник рыб на стекле ледяной бани освобождали от жира. После разреза химус собирали с помощью шпателя и скребка, затем снимали слизистую оболочку. Полученные навески химуса и слизистой оболочки кишечника гомогенизировали с раствором Рингера рН 7,5 (103 мМ NaCl, 1,9 мМ KCl, 0,45 мМ CaCl₂, 1,4 мМ MgSO₄) при температуре 0–4 °С, для холоднокровных, в разведении 1 : 50. Активность амилазы определяли методом Смита–Роя, в модификации при длине волны 560 нм. Определение активности мальтазы проводили глюкозооксидазным методом с применением набора реагентов для определения глюкозы в биологических жидкостях (ООО «АГАТ-МЕД», Россия), оптическую плотность определяли при длине волны 505 нм. Установлено повышение активности обоих исследуемых ферментов в слизистой оболочке и химусе стерляди через неделю экспериментального кормления. В последующие сроки наблюдения зафиксировано стимулирующее влияние препарата только на секреторную активность мальтазы. Показана зависимость эффективности препарата на активность ферментов от дозировки.

1. Щербина М.А., Гамыгин Е.А. Кормление рыб в пресноводной аквакультуре. – М.: Изд-во ВНИРО, 2006. – 360 с.

2. Котлярчук М.Ю. Микробный пейзаж карпа (Cyprinus carpio L.) при выращивании в установке с замкнутым циклом водообеспечения: автореф. дис. ... канд. биол. наук. – Калининград, 2004. – 21 с.

3. Казарникова А.В., Шестаковская Е.В. Основные заболевания осетровых рыб в аквакультуре. – М.: Изд-во ВНИРО, 2005. – 104 с.

4. Pridgeon Ju.W., Klesius P.H. Major bacterial diseas-es in aquaculture and their vaccine develop-ment // CAB Reviews. – 2012. – Vol. 7 (48). – P. 1–16. – DOI: 10.1079/PAVSNNR20127048.

5. Distinct signals from the microbiota promote different aspects of zebrafish gut differentiation / J.M. Bates, E. Mittge, J. Kuhlman [et al.] // Developmental Biology. – 2006. – Vol. 297, Is. 2. – P. 374–386.

6. Individual Members of the Microbiota Disproportionately Modulate Host Innate Immune Responses / A.S. Rolig, R. Parthasarathy, A.R. Burns [et al.] // Cell Host & Microbe. – 2015. – V. 18, Is. 5. – P. 613–620.

7. Distinct immune tones are established by Lactococcus lactis BFE920 and Lactobacillus plantarum FGL0001 in the gut of olive flounder (Paralichthys olivaceus) / B.R. Beck, J.H. Song, B.S. Park [et al.] // Fish & Shellfish Immunology. – 2016. – Vol. 55. – P. 434–443.

8. Intestinal microbiome adjusts the innate immune setpoint during colonization through negative regulation of MyD88 / B.E.V. Koch, S. Yang, G. Lamers [et al.] // Nat Commun. – 2019. – Vol. 10(1). – P. 526–536.

9. Роль микробиоценоза в становлении здоровья / П.В. Шумилов, Г.А. Асмолова, А.П. Продеус [и др.] // Эффективная фармакотерапия. Педиатрия. – 2015. – № 4–5 (41). – С. 6–10.

10. Ардатская М.Д. Клиническое значение короткоцепочечных жирных кислот при патологии желудочно-кишечного тракта: автореф. дис. ... д-ра мед. наук. – М., 2003. – 45 с.

11. Mischke M., Plösch T. The Gut Microbiota and their Metabolites: Potential Implications for the Host Epigenome // Adv Exp Med Biol. – 2016. – Vol. 902. – P. 33–44.

12. Дышлюк Л.С., Кригер О.В., Милентьева И.С. Введение в направление. Биотехнология: учеб. пособие. – Кемерово: КемТИПП, 2014. – 157 с.

13. Головин М.А., Ганина В.И. Новый штамм бифидобактерий как фактор повышения биобезопасности пищевых продуктов питания // Техника и технология пищевых производств. – 2012. – Т. 4, № 27. – С. 139–144.

14. Несчисляев В.А. Пробиотики: ретроспектива, проблемы и достижения научно-производственной практики НПО «Биомед» // Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. – 1998. – Т. 2. – С. 100–102.

15. Кулаков Г.В. Субтилис – натуральный концентрированный пробиотик. – М., 2003. – 48 с.

16. Ткачева И.В., Тищенко Н.Н. Применение пробиотических препаратов «Субтилис» и «СУБ-Про» в комбикормах для осетровых // Труды Кубанского государственного аграрного университета. – 2011. – № 28. – С. 122–124.

17. Шульга Е.А. Пробиотики в кормлении осетровых рыб при товарном выращивании: автореф. дис. … канд. биол. наук. – Астрахань, 2009. – 24 с.

18. Бычкова Л.И., Юхименко Л.Н., Ходак А.Г. Пробиотический препарат «Суб-Про» (Субалин): профилактика и лечение бактериальных болезней рыб // Рыбоводство. – 2007. – № 2. – С. 33–35.

19. Зуенко В.А. Использование пробиотика на основе бактерий Bacillus subtilis как резерв повышения продуктивности при выращивании рыб в садковых хозяйствах // Аграрная наука – сельскому хозяйству: сб. мат-в XIV Междунар. науч.-практ. конф. Кн. 2. – Барнаул: Алтайский ГАУ, 2019. – С. 137–138.

20. Тарлева А.Ф., Микряков Д.В., Жандалгарова А.Д. Влияние пробиотического препарата «Экофлор» на активность пептидаз кишечника стерляди // Международный вестник ветеринарии. – 2024. – № 1. – С. 215–223.

21. Уголев А.М. Мембранное пищеварение. Полисубстратные процессы, организация и регуляция. – Л.: Наука, 1972. – 356 с.

22. Уголев A.M., Кузьмина В.В. Пищеварительные процессы и адаптации у рыб. – СПб.: Гидрометеоиздат, 1993. – 238 с.

23. Compensatory growth in juvenile roach Rutilus caspicus: effect of starvation and re-feeding on growth and digestive surface area / M. Abolfathi, A. Hajimoradloo, R. Ghorbani, A. Zamani // J. Fish Biol. – 2012. – Vol. 81, № 6. – P. 1880–1890.

24. Changes in digestive enzyme activities of red porgy Pagrus pagrus during a fasting–refeeding experiment / G. Caruso, M.G. Denaro, R. Caruso [et al.] // Fish Physiol Biochem. – 2014. – Vol. 40, № 5. – P. 1373–1382.

25. Голованова И.Л., Голованов В.К. Пищеварительные гликозидазы рыб в условиях повышения температуры среды (обзор) // Труды Института биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина РАН. – 2015. – № 72 (75). – С. 50–59.