Получение РНК-контрольного образца и переспектива его применения для диагностики желтой лихорадки методом LAMP

Цель исследования заключалась в создании контрольного образца РНК для диагностики вируса желтой лихорадки (ВЖЛ) методом LAMP. Получены два контрольных образца: рекомбинантная плазмидная ДНК (pCR2.1-YFV-К+) и мРНК (РНК-YFV-К+). В ходе оценки аналитической чувствительности методом LAMP установлено, что оба образца демонстрируют сопоставимый уровень предела детекции, равный 104 копий/мл, что позволяет эффективно выявлять генетический материал вируса в первые дни симптомов заболевания. Исследование стабильности образцов показало, что при температуре от -15 до -25 оС оба образца сохраняют работоспособность даже после десятикратного цикла размораживания/замораживания. При температуре от 2 до 8 °С образцы определяются как положительные в течение семи дней хранения. Однако при комнатной температуре стабильность снижается: для pCR2.1-YFV-К+ она сохраняется до 72 ч, а для РНК-YFV-К+ – до 48 ч. Для обеспечения стабильности образцы следует хранить в условиях низких температур (от -15 до -25 или от 2 до 8 °С). Учитывая результаты, РНК-YFV-К+ может использоваться как контроль аналитической чувствительности и правильности проведения реакции обратной транскрипции с последующей амплификацией методом LAMP, что важно для детекции РНК-содержащего вируса желтой лихорадки.

1. Preparation of His-Tagged Armored RNA Phage Particles as a Control for Real-Time Reverse Transcription-PCR Detection of Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus / C. Yangjian [et al.] // J Clin Microbiol. American Society for Microbiology. – 2006. – Vol. 44, № 10. – P. 3557–3561.

2. High-quality RT-PCR with chemically modified RNA controls / G. Luo [et al.] // Talanta. – 2021. – Vol. 224. – P. 121850.

3. Virus-Like Particles as Positive Controls for COVID-19 RT-LAMP Diagnostic Assays / S.K. Chan [et al.] // Biomacromolecules. American Chemical Society. – 2021. – Vol. 22, № 3. – P. 1231–1243.

4. A stable and differentiable RNA positive control for reverse transcription-polymerase chain reaction / J.-M. Chen [et al.] // Biotechnol Lett. – 2006. – Vol. 28, № 22. – P. 1787–1792.

5. Snow M., McKay P., Matejusova I. Development of a widely applicable positive control strategy to support detection of infectious salmon anaemia virus (ISAV) using Taqman real-time PCR // J Fish Dis. John Wiley & Sons, Ltd. – 2009. – Vol. 32, № 2. – P. 151–156.

6. Johnson B.W., Russell B.J., Goodman C.H. Laboratory diagnosis of chikungunya virus infections and commercial sources for diagnostic assays // J Infect Dis. Oxford University Press. – 2016. – Vol. 214, № suppl_5. – P. S471–S474.

7. Detection of Human Papillomavirus RNA in Ovarian and Endometrial Carcinomas by Reverse Transcription/Polymerase Chain Reaction / C.-H. Lai [et al.] // Gynecol Obstet Invest. – 2010. – Vol. 38, № 4. – P. 276–280.

8. Development of in vitro transcribed RNA as positive control for laboratory diagnosis of SARS-CoV-2 in India / M.L. Choudhary [et al.] // Indian Journal of Medical Research. Medknow. – 2020. – Vol. 151, № 2–3. – P. 251–254.

9. Monath TP. Yellow fever: an update // Lancet Infect. Dis. – 2001. – Vol. 1, № 1. – P. 11–20.

10. Douam F., Ploss A. Yellow Fever Virus: Knowledge Gaps Impeding the Fight Against an Old Foe // Trends Microbiol. – 2018. – Vol. 26, № 11. – P. 913–928.

11. Yellow fever in the diagnostics laboratory / C. Domingo, R.N. Charrel, J. Schmidt-Chanasit [et al.] // Emerg Microbes Infect. – 2018. – Vol. 7 (1). – P. 129.

12. Кривошеина Е.И., Карташов М.Ю., Найденова Е.В. Современные лабораторные методы выявления возбудителя желтой лихорадки // Проблемы особо опасных инфекций. – 2021. – № 2. – С. 24–32.

13. Detection of Aedes aegypti, Aedes albopictus, and Aedes koreicus in the Area of Sochi, Russia / L.A. Ganushkina [et al.] // Vector Borne Zoonotic Dis. – 2016. – Vol. 16, № 1. – P. 58–60.

14. Об обнаружении комаров Aedes (Stegomyia albopictus Skuse) на территории Российской Федерации // Л.А. Ганушкина, Е.Ю. Таныгина, О.В. Безжонова, В.П. Сергиев // Медицинская паразитология и паразитарные болезни. – 2012. – № 1. – С. 3-4.

15. Перспективы применения петлевой изотермической амплификации в диагностике опасных инфекционных болезней, вызванных вирусами I группы патогенности / М.Ю. Карташов, Е.В. Чуб, Т.П. Микрюкова [и др.] // Проблемы особо опасных инфекций. – 2020. – № 2. – С. 22–30.